植物对重金属镉的响应及其耐受机理

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10/2008 草 业 学 报 ACTAPRATACULTURAESINICA 第17卷 第5期

Vol.17,No.5

植物对重金属镉的响应及其耐受机理

宋瑜,金樑,曹宗英,王晓娟

(兰州大学草地农业科技学院,甘肃兰州730020)

摘要:重金属Cd作为非必需微量元素,经根系吸收并累积时对植物具有很强的毒性,因而开展植物对Cd的响应途

径及其调控机理研究,对改良植物对Cd的耐受性以及开发超累积植物均具有重要意义。植物硫代谢、抗氧化系统

和Cd2+跨膜运输是植物对重金属镉响应的主要途径,本研究综述了以上3种耐受机制的研究进展,包括Cd2+诱导

植物硫转运蛋白、硫还原相关酶类以及半胱氨酸、谷胱甘肽和植物螯合肽合成及其基因表达调控,Cd2+诱发的植物

抗氧化反应及其基因表达,质膜和液泡转运蛋白促进Cd2+运输和隔离的基因调控。

关键词:镉;耐受性;响应;植物修复

中图分类号:Q946 文献标识码:A 文章编号:1004-5759(2008)05-0084-08

镉(Cd)是一种有毒重金属,在土壤、水体以及大气中以微量存在,地壳中镉的平均含量为0.15~0.20mg/kg,空气中为0.002~0.050Lg/m3[1]。然而,由于人类活动和自然因素的影响,如采矿、冶炼以及化石的矿化等,镉的施放量正在日益增加,每年约排放万吨以上[2];另一方面,酸雨作用亦增加了Cd2+的可溶性,导致土壤中镉的毒性进一步加强[3]。研究发现,植物不同部位累积镉的能力不同,通常为根>茎>叶>荚>籽粒,如果Cd2+在植物籽粒中富集,将会通过食物链进入人体,引起慢性中毒,诱发各种癌症[4]。

镉离子(Cd2+)具有强植物毒性,一定浓度即可抑制植物生长,高浓度时甚至导致植物死亡。这主要是因为Cd2+会导致植物细胞损伤并影响其正常生理代谢,如抑制光合作用[5]、束缚自由巯基使蛋白变性或失活[6]、置换不同蛋白包括转录因子和辅酶[7]以及产生活性氧[8]等方面。研究表明,镉离子胁迫条件下植物主要是通过络合解毒机制[9]、硫代谢响应[10]、区域化(对Cd2+的外排与富集)[6]和抗氧化系统[11]等对策提高对镉的耐受能力。本研究从植物生理学和分子生物学角度综合论述了镉对植物的毒害、植物对镉的响应途径及其调控机理研究进展,为进一步的研究工作提供基本信息。

1 Cd在植物中的累积及其毒害作用

镉是植物生长的非必需元素,当Cd2+在植物体内积累达到一定程度时,植物就会表现出毒害症状,通常会出现根、茎生长缓慢和叶片变黄、卷曲以及出现斑点,生长迟缓、植株矮小、退绿、产量下降、质量下降等生长发育症状[12,13]。研究表明,Cd2+在植物不同部位累积,其毒害效应有所不同。

1.1 Cd在根中的累积及其生长抑制作用

Cd2+对植物的毒害作用首先表现在根部,如抑制苏格兰松(Pinussylvestris)根尖细胞的伸长并使得根尖细胞的木质化速度加快[11]和导致斑叶芒(Miscanthussinensis)根部变短变粗[14]等。这是由于Cd2+破坏根尖细胞核并抑制核糖核酸酶的活性,使RNA的合成受到影响

1.2 Cd2+在叶中的累积及其生长抑制作用

Cd2+在植物叶片中的累积引起生长抑制主要是由于Cd2+对光合作用各重要环节的影响。研究发现,Cd2+累积会导致叶绿体及色素解体、增加非光化学猝灭并降低光合效率[16,17];Cd2+还强烈抑制气孔开放,极低浓度的Cd2+[13]2+,进而抑制根的生长甚至导致死亡[15]。就可以减少由光诱导的气孔开放,这可能与Cd干扰K、Ca及保卫细胞中脱落酸(abscisicacid,ABA)2++2+

的代谢有关,即Cd2+经Ca2+离子通道进入保卫细胞后,通过脱落酸途径引起气孔关闭,从而抑制光合作用和蒸*收稿日期:2007-09-05;改回日期:2007-11-15

基金项目:甘肃省自然科学基金项目(3ZS051-A25-066)和兰州大学引进人才专项基金项目(No.582402)资助。

作者简介:宋瑜(1983-),男,河北秦皇岛人,硕士。

第17卷第5期草业学报2008年85腾作用[17]。

1.3 Cd2+在细胞中的累积及其离子毒害作用

Cd2+经植物体吸收后在细胞内积累,会造成细胞膜脂过氧化和膜电位去极化进而影响细胞质膜的组成、结

[18]构和透性,使细胞质膜的完整性受到伤害,导致细胞内重要的物质大量外渗、外界环境中有毒的物质进入细

胞,细胞内的一系列新陈代谢过程随之发生紊乱,植物的生长发育受到抑制[19]。

1.3.1 Cd2+诱导氧化胁迫反应 植物暴露在Cd2+污染的土壤中时,可以引发诸如脂质过氧化、H2O2积累以及氧化爆发反应等氧化胁迫,抑制一系列抗氧化酶活性;同时,Cd2+还可以引起还原型谷胱甘肽(glutathione,GSH)发生瞬时损耗,抑制抗氧化酶的活性,特别是谷胱甘肽还原酶活性。低浓度的Cd2+会对抗氧化酶活性造成一定影响,高浓度的Cd2+则会显著抑制抗氧化酶活性,加剧活性氧的释放,严重抑制植物生长,而水杨酸可以缓解这种抑制作用[20]。

研究表明,Cd进入植物细胞后与酶活性中心或蛋白巯基相结合,取代蛋白反应中心的必需元素如Ca、Mg2+2+2+、Zn2+和Fe等,向细胞释放自由离子,引起氧化胁迫并造成膜质过氧化,进而损伤膜结构2+[21]。数据显示,如果不对Cd2+进行迅速、充分的解毒处理,它有可能通过扰乱细胞对氧化还原反应的控制作用而触发一系列反应,如生长抑制作用、刺激二次代谢的发生,导致组织木质化加速直至细胞凋亡[15]。

另外,在Cd2+胁迫条件下会增加线粒体内膜H+的被动通透性,从而阻止线粒体的氧化磷酸化作用[22]。Cd2+还大大减少了H、K交换,抑制质膜ATP(adenosinetriphosphate,三磷酸腺苷)酶及葡萄糖-6-磷酸脱氢

[23]++酶(glucose-6-phosphatedehydrogenase,G-6-PD)、谷氨酸脱氢酶(glutamatedehydrogenase,GDH)、苹果酸酶、异柠檬酸脱氢酶、核酮糖二磷酸羧化酶-加氧酶和碳酸酐酶的活性。

1.3.2 离子失衡 当植物体在Cd2+污染的环境中生长时,环境中的Cd2+可以通过根系进入植物体,对植物体内的其他离子的吸收及转运造成一定的影响,导致植物体内正常的代谢发生紊乱,严重影响植株的正常生长。

研究表明,Cd2+可以通过Ca2+通道进入植物细胞,影响植物对Ca2+吸收[24];同时,Cd2+还可以降低质子泵的活性,影响植物对必需元素的吸收,致使离子失衡[9]。在植物体内有一系列化合物,比如说金属硫蛋白、植物螯合肽、植物络合素、有机酸、氨基酸等,可以与Cd2+结合形成络合物,降低植株体内的Cd2+浓度。研究表明,液泡是植物和酵母中主要的分离贮藏重金属的部位。在裂殖酵母菌中,植物螯合肽-镉(phytochelatin-cadmium,PC-Cd)复合体被运输到液泡中[25],燕麦(Avenasativa)中也发现了类似的现象[26]。Cd2+进入液泡后,被限制于一个

2+有限区域内,不能再在胞质溶胶中进行自由循环,由液泡膜转运蛋白(heavymetaltolerancefactor1,HMTI)转入液泡中,因而液泡固定化在排除Cd毒害和耐受中起到重要作用。植物通过这类物质保持体内Cd

衡[27]。

2 植物对重金属Cd的响应途径及其调控机理

2.1 Cd2+胁迫下的植物抗氧化系统

研究发现,植物对Cd2+诱导的氧化胁迫反应的变化,可能与Cd2+浓度水平及所诱导的巯基(有强抗氧化特性)浓度有关[28]的平。就抗氧化系统而言,不同的植物及不同的器官对Cd2+的反应表现出较大差异。Pereira等[13]研究发现,对菽麻(Crotalariajuncea)进行0.2mmol/LCdCl2处理,尽管CAT(catalase,过氧化氢酶)活性在根中没有显示出太大变化,但在叶中它的活性增加了近6倍,GSH还原酶(glutathionereductase,GR)活性与CAT变化一致,而SOD(superoxidedismutase,超氧化物歧化酶)的4个同功酶(2个Mn-SOD和2个Cu/Zn-SOD)在根和叶中的总活性以及4种同功酶活性均无显著差异。植物体在不同浓度Cd2+处理下也表现出较大差异。低浓度Cd2+处理斑叶芒幼苗3个月后,叶中CAT、POD(peroxidase,过氧化物酶)和APX(ascorbateperoxidase,抗坏血酸过氧化物酶)的活性均有所增加,但在根中对低浓度Cd2+刺激反应更迅速[14]。用较低浓度Cd2+(0.01和0.10mmol/L)处理甘蔗愈伤组织15d后发现CAT活性没有任何变化;而在较高浓度Cd2+(0.5和1.0mmol/L)处理后,CAT活性迅速增加并在15d后达到对照的14倍;同时发现SOD同功酶对Cd2+处理没有做出反应,

[29]表明在甘蔗(Saccharumsinensis)愈伤组织培养中,CAT可能是H2O2代谢反应中主要的抗氧化酶。2+,,

86ACTAPRATACULTURAESINICA(Vol.17,No.5)10/2008的抗性。Cd2+处理海藻拟微球藻(Nannochloropisisoculata)后发现APX活性增加了2.5倍,POD活性增加了4倍,CAT活性略有增加,而SOD和GR活性则显著下降,Cd2+诱导产生的抗氧化酶和同功酶种类的改变暗示它们可能与藻类对重金属的耐受力有关

发现,生长在含有Cd2+[30]。SOD活性降低,将引起逆境胁迫下作物体内自由基的积累,特别是超氧自由基的积累,同时,也会造成POD、CAT出现无底物性活性降低,从而使植物受害[31]。Susana等[32]研究环境中的向日葵(Helianthusannuus)组织中的SOD、CAT、APX和GR的活性增强,而还原型谷胱甘肽/氧化型谷胱甘肽(L-glutathione/L-glutathione,oxidized,GSH/GSSG)的值没有发生改变。对遏蓝菜(Thlaspicaerulescens)进行Cd(NO3)2处理后发现,茎中苹果酸和柠檬酸大量积累,并且植物螯合肽(phy-tochelatins,PC)随着Cd浓度的增加而增加,表明遏蓝菜对Cd的耐受性似乎与PC以及有机酸含量无关基因技术将这些基因转入不同的植物,使相应的抗氧化酶过量表达,可能是提高植株抗镉性的途径之一。

2.2 植物硫代谢对Cd2+胁迫的响应

硫(S)是植物必需的大量元素之一,在植物体内主要以半胱氨酸和甲硫氨酸残基形式存在于蛋白质中[34]2+2+[33]。由于上调一种或几种酶就可以增加植物的抗逆性,因而抗氧化系统也是植物基因工程的热门课题。通过转。此外,硫元素还存在于许多小分子代谢物,如GSH和PC等中。近年来的研究表明,植物体内硫同化与植物对镉等重金属元素的胁迫反应机制有密切关系。植物在镉胁迫条件下通过多种调节机制,增强对硫酸盐的吸收和还原,迅速合成半胱氨酸、谷胱甘肽和植物螯合肽等代谢物,从而合成足够的PC,以满足植物生理的需要[13]。

ATP硫化酶(ATPsulfurylase,ATPS)和磷酸腺苷还原酶(adenosine5c-phosphosulfatereductase,APSR)是SO42-还原为H2S的2个关键酶,其表达量对Cd2+胁迫发生响应:在25Lmol/L的Cd2+处理后芸苔(Brassica

2+campestris)ATPS和APSR的转录水平强烈增加[10];拟南芥(Arabidopsisthaliana)中2种APSR基因(3c-phosphoadenosine-5c-phosphosulfatereductasehomolog,PRH19和PRH43)的转录表达同样受Cd的胁迫诱

导,APSR表达活性的提高可以加快硫酸盐的还原速率,以生成更多的硫化物用于Cys的合成,并补偿PC合成所消耗的GSH[10]。进一步的研究发现,伴随着Cd2+对ATPS和APSRmRNA的影响,植物根和叶中的半胱氨酸(Cys)浓度分别增加了81%和25%,而GSH含量则分别减少了39%和48%[10]。以上研究表明,Cd2+对APSR合成具有调节作用,而APSR则可能在提高植物耐镉方面发挥作用。

Cys是植物体中硫还原过程的末端产物,也是GSH、蛋氨酸等其他还原性硫代谢产物合成的起始物。Howarth等[35]发现Cd2+(50Lmol/L)处理后的拟南芥叶和根中,合成Cys的基因SAT(seracetvltransferase,SAT)mRNA表达量都呈上升趋势并在24h达到最大;茎中的mRNA量1h就达到了最大值。这就表明拟南芥在Cd2+胁迫条件下通过启动SAT基因的表达合成更多的Cys和GSH以加强对Cd2+的耐受能力。

在植物中对Cd2+起螯合作用的主要是植物螯合肽,低分子量的PC与Cd

[9]2+形成复合物,减少了细胞溶质中游离Cd2+的浓度;同时低分子量PC-Cd复合物还可通过液泡膜转运体进入液泡,与液泡中的硫化物形成高分子状态的PC-Cd复合物

示出来。重金属Zn2+。PC是由底物GSH在植物螯合肽合酶(phytochelatinsynthase,PCS)催化下聚合而成2+2+3+3+2+的(图1)。PC是组成型表达酶,最初翻译出来的PC蛋白并没有催化活性,其活性需要经其他因子激活后才能显、Hg、Cd、Fe、Al、Cu和Pb2+等具有酶催化剂的作用,其中以Cd2+的催化最有效。拟南芥Cd敏感突变体(cadmiumsensitivemutant,cad1和cad2)中PC合成酶和C-谷氨酰-半胱氨酸(C-glu-tamy-lCys)合成酶分别发生突变,导致PC合成受阻,以此为材料进行的一系列研究表明,PC在植物对重金属的耐受性中发挥重要作用[36,38]。最新研究发现,植物螯合肽合酶的过量表达亦可能导致其对Cd2+胁迫发生超敏反应[39]。

GSH是植物抗镉的重要物质,一方面,GSH是植物螯合肽合成的前体,后者可以与Cd2+及其他重金属结

2+合,而GSH在谷胱甘肽硫转移酶的作用下也可与进入细胞内的Cd

作用[13](图1)。形成复合物,维持细胞内离子平衡。另一方面,GSH可以通过抗坏血酸-谷胱甘肽循环,完成对Cd2+诱导的活性氧(reactiveoxygenspecies,ROS)的清除

第17卷第5期草业学报2008年87

图1 植物通过抗坏血酸-谷胱甘肽系统合成GSH、PCS以及对ROS的处理(David等[40])

Fig.1 GSH,PCSsynthesisandROSprocessingthroughtheascorbate-glutathionesystem(Davidetal[40])

综上所述,GSH在谷胱甘肽硫转移酶的作用下可与进入细胞内的Cd2+形成复合物,同时由于其结构中巯基的还原活性,GSH在植物抗氧化胁迫过程中也起到重要作用;Cys不仅是植物体中硫还原过程的末端产物,也是GSH、蛋氨酸等其他还原性硫代谢产物合成的起始物;而植物螯合肽又是由底物GSH在植物螯合肽合酶催化下聚合而成的。由此可见,GSH是联系植物抗氧化系统和硫代谢响应途径的重要调控因子。

2.3 Cd的跨膜运输及其调控

研究发现,Cd通过根皮层细胞进入植物根部,其中一部分就近进入液泡,另一部分进入木质部后运往地上部[41]。植物幼苗根的内皮层形成凯氏带后,Cd就不能再通过质外体途径直接到达木质部导管,而必须经共质体

[42]途径进行跨质膜转运和木质部装载,而后随蒸腾流向地上部运输和积累,跨质膜和液泡膜的Cd运输同时也促进了Cd在植物体中的分配和隔离。

Cd可能通过电压敏感Ca2+通道进入细胞[24],而PC-Cd复合物则通过液泡膜转运体进入液泡,促进Cd向地上部的长距离运输[9]。利用酵母表达系统中的Cd敏感突变株ycf1(yeastcadmiumfactor)对拟南芥cDNA文库进行筛选,十几个编码具转运Cd活性的多金属转运体的基因已被分离[43]。在酿酒酵母(Saccaromycescere-visiae)中表达IRT1(iron-regulatedtransporter,铁离子调节转运体),提高了酵母细胞对Cd的敏感性[44]。同时,在其他植物体中也分离并鉴定了一系列参与Cd在植物体内转运的基因和蛋白家族,如细胞质膜上的低亲和性离子转运蛋白(low-affinitycationtransporter,LCT1)[45]、液泡膜上的Nramp3[46]、ABC-type(ATP-bindingcas-settletransporter,ABC-型)蛋白家族[47]以及低亲和性阳离子/H反向转运体(cationexchanger,CAX2)+[48]。

Nramps(naturalresistance-associatedmacrophageproteins,天然抵抗力相关巨噬细胞蛋白)家族是一个高度保守的细胞膜组成蛋白家族,参与大多数有机体的金属离子运输过程,目前已在很多高等植物中发现该蛋白家族基因[46]。Thomine等[49]研究表明,AtNramp3和AtNramp4能够帮助有运输缺陷的酵母吸收Fe和Mn,2+2+并增加了对Cd2+的积累和敏感性。

通过对酵母突变株进行功能互补克隆到了多条编码微量元素转运蛋白的全长cDNA,其中研究最多的是ZIP(zincandironregulatedtransporterproteins,锌、铁离子转运蛋白)家族。ZIP家族存在于多数真核细胞中,参与Fe、Zn、Mn和Cd的运输,但家族成员的作用底物范围和作用专一性各不相同

铁离子调节转运体)[50]3+2+2+[44,46]。从植物中首次分离并;另外具有转运Cd2+鉴定的成员包括ZIP1、ZIP2、ZIP3、ZNT1(zinctransporter,锌离子转运体)和IRT1(iron-regulatedtransporter,。IRT1为Fe转运蛋白,能够高效率地转运Fe、Cd和Zn2+功能的蛋白是LCT1(低亲和系统阳离子转运蛋白),定位于细胞质膜上。当LCT1在酵母中表达时,发现酵母对Cd2+显示出高度敏感并与高亲和系统的Cd2+吸收相关联[46]。P

88ACTAPRATACULTURAESINICA(Vol.17,No.5)10/2008入或排出细胞。主要定位于叶绿体膜、高尔基体膜、质膜及内质网上。P型ATPases被划分为5类,每类再根据它们的传输功能划分为2个或更多个亚类。其中的P1B型ATPases与传输1价的Cu+、Ag+和2价的Zn2+、Co2+、Cd2+、Pb2+关系密切[51]。

已有证据表明,ABC(ATP-bindingcassettle,ABC运输蛋白)家族是一个具有很强转运功能的膜蛋白家族,主要定位于液泡膜上。ABC转运体(ATP-bindingcassettletransporter)在Cd2+以螯合态的PC-Cd或GSH2-Cd进入液泡过程中起转运作用[9]。有学者认为美拉反应产物MRPs(multidrugresistance-associatedprotein,多药耐药相关蛋白)可能是参与跨液泡膜转运Cd2+螯合物或GS-Cd(glutaminesynthetase-Cd,谷氨酰胺合酶-镉)复合体[52,53]。Kolukisaoglu等[52]发现拟南芥经过Cd处理后根部4种MRPs在转录水平上有所增高,并且AtMRP3显著增加。

植物体液泡膜上还存在很多阳离子反向运输器(cation/H+antiporters),它们参与细胞中Ca2+和Na+浓度调节。CAX2表达后的烟草更能积累Ca2+、Cd2+和Mn2+,并提高了Cd2+和Mn2+在根液泡膜囊中的传送能力[54]。

3 展望

Cd污染主要来自于采矿、冶炼等行业,污染物随/三废0排放到环境中。传统的修复方法具有效率低、容易造成二次污染、治理不彻底等缺点。重金属污染土壤的植物修复作为一种绿色生物技术,其原理是用超积累植物从土壤中吸取并积累超常水平的重金属,连续种植并多次刈割,通过移走植物地上部,以除去土壤中的重金属。目前,在重金属耐受途径和基因调控研究的基础上进一步选育重金属富集能力强、生长速度快、生物量大的植物是该技术的热点领域和难点问题[55,56]。

目前,国内外植物对重金属Cd的响应及其调控机理均围绕Cd2+诱导植物抗氧化系统、硫代谢和Cd2+跨膜转运开展研究,特别是对半胱氨酸、谷胱甘肽和植物螯合肽等的合成及其基因表达调控机制的研究日益深入[57]。植物Cd耐受(抗性)相关基因的定位研究,一方面推进了我们对植物Cd耐受机理的研究,另一方面也为利用转基因技术获得超富积植物用于生物修复奠定了基础。

综上所述,虽然对植物耐受Cd的生理机制及其基因调控取得了一定进展,但还有一些未解之谜有待揭示:植物Cd胁迫与苹果酸盐、柠檬酸盐或草酸盐代谢之间的关系?植物根部是如何识别Cd信号并转化这些信号来刺激应答反应的发生?

参考文献:

[1] 刘俐,高新华,宋存义,等.土壤中镉的赋存行为及迁移转化规律研究进展[J].能源环境保护,2006,20(2):6-9.

[2] FergussonJE.TheHeavyElements:Chemistry,EnvironmentalImpactandHealthEffects[M].Oxford:PergamonPress,

1990.210-231,340-350.

[3] 刘国胜,童潜明,何长顺,等.土壤镉污染调查研究[J].四川环境,2004,23(5):8-13.

[4] Gardea-TorresdeyJL,RosaG,Peralta-VideaJR,etal.Differentialuptakeandtransportoftrivalentandhexavalentchrom-i

umbytumbleweed(Salsolakali)[J].ArchivesofEnvironmentContaminationandToxicology,2005,48:225-232.

[5] SiedlekaA,BaszynskyT.Inhibitionofelectionflowaroundphotosystem)inchloroplastofcadmium-treatedmaizeplantsis

duetocadium-inducedirondefiency[J].PhysiologiaPlantarum,1993,87:199-202.

[6] CobbettC,GoldsbroughP.Phytochelatinsandmetallothioneins:Rolesinheavymetaldetoxificationandhomeostasis[J].An-

nualReviewofPlantandBiology,2002,53:159-182.

[7] AsscheF,ClijsterH.Effectsofmetalonenzymeactivityinplants[J].PlantCellandEnvironment,1990,13:195-206.

[8] PietriniF,IannelliMA,PasqualiniS,etal.Interactionofcadmiumwithglutathioneandphotosynthesisindevelopingleaves

andchloroplastsofPhragmitesaustralis(Cav.)Trin.exSteudel[J].PlantPhysiology,2003,133:829-837.

[9] ClemensS.Molecularmechanismsofplantmetaltoleranceandhomeostasis[J].Planta,2001,212:475-486.

[10] HeissS,Sch¾ferHJ,Haag-KerwerA,etal.CloningsulfurassimilationgenesofBrassicajunceaL.:Cadmiumdifferentia-lnPJ].

第17卷第5期

PlantMolecularBiology,1999,39:847-857.草业学报2008年89

[11] SchutzendubelA,SchwanzP,TeichmannT,etal.Cadmium-Inducedchangesinant-ioxidativesystems,hydrogenperoxide

content,anddifferentiationinScotspineroots[J].PlantPhysiology,2001,127:887-898.

[12] DongJ,WuFB,ZhangGP.Effectofcadmiumongrowthandphotosynthesisoftomatoseedlings[J].JournalofZhejiang

UniversityScience,2005,10:974-980.

[13] PereiraGJG,MolinaSMG,LeaPJ,etal.ActivityofantioxidantenzymesinresponsetocadmiuminCrotalariajuncea[J].Plant

andSoil,2002,239:123-132.

[14] ScebbaF,ArduiniI,ErcoliL,etal.CadmiumeffectsongrowthandantioxidantenzymesactivitiesinMiscanthussinensis[J].Biolo-

giaPlantarum,2006,50(2):688-692.

[15] IndiraC.PhytotoxicityofcadmiumanditseffectontwogenotypesofBrassicajunceaL.[J].EmiratesJournalofAgricultur-

alSciences,2004,16(2):1-8.

[16] 谭晓荣,戴媛,冷进松.重金属镉对小麦幼苗蛋白质及总抗氧化力的影响[J].安徽农业科学,2006,34(14):3279-3286.

[17] Perfus-BarbeochL,LeonhardtN,VavasseurA,etal.Heavymetaltoxicity:Cadmiumpermeatesthroughcalciumchannels

anddisturbstheplantwaterstatus[J].ThePlantJournal,2002,32:539-548.

[18] OuaritiO,BoussamaN,ZarroukM,etal.Cadmium-andcopper-inducedchangesintomatomembranelipids[J].Phytochem-

istry,1997,45:1343-1350.

[19] ZhangJB,HuangWN.Advancesonphysiologicalandecologicaleffectsofcadmiumonplants[J].ActaEcologicaSinica,

2000,20(3):514-523.

[20] ShuvasishC,SanjibKP.RoleofsalicylicacidinregulatingcadmiuminducedoxidativestressinOryzasativaL.roots[J].

PlantPhysiology,2004,30(3-4):95-110.

[21] SandalioLM,DalurzoHC,GomezM,etal.Cadmium-inducedchangesinthegrowthandoxidativemetabolismofpea

plants[J].JournalofExperimentalBotany,2001,364(52):2115-2126.

[22] SchutzendubelA,PolleA.Plantresponsetoabioticstresses:Heavymetalinducedoxidativestressandprotectionbymycor-

rhization[J].JournalofExpermentalBotany,2002,53(3):1351-1365.

[23] StedleckaA,KrupaZ.PrimarcarbonmetabolisminPhaseolusvulgarisplantsunderCd/Feinteraction[J].PlantPhysiology

andBiochem,1997,34:833-841.

[24] HinklePM,KinsellaPA,OsterhoudtKC.Cadmiumuptakeandtoxicityviavoltage-sensitivecalciumchannels[J].Journal

BiologyChemistry,1987,262:16333-16337.

[25] OrtizDF,RuscittiT,McCueKF,etal.Transportofmeta-lbindingpeptidesbyHMT1,afissionyeastABC-typevacuolar

membraneprotein[J].JournalofBiologicalChemistry,1995,270:4721-4728.

[26] SaltDE,RauserWE.MgATP-dependenttransportofphytochelatinsacrossthetonoplastofoatroots[J].PlantPhysiolo-

gy,1995,107:1293-1301.

[27] YangJR,HeJQ,ZhangGX.TolerancemechanismofcropstoCdpollution[J].ChineseJournalofAppliedEcology,

1995,6(1):87-91.

[28] GallgoSM,BenavidesMP.Effectofheavymetalionexcessonsunflowerleaves:Evidenceforinvolvementofoxidative

stress[J].PlantScience,1996,121:151-159.

[29] RicardoFF,RenatoRF,GuilhermeJGP,etal.Cadmiumstressinsugarcanecalluscultures:Effectonantioxidanten-

zymes[J].PlantCell,TissueandOrganCulture,2002,71:125-131.

[30] MiYL,HyunWS.Cadmium-inducedchangesinantioxidantenzymesfromthemarinealgaNannochloropsisoculata[J].

JournalofAppliedPhycology,2003,15:13-19.

[31] 王友保,张莉,刘惠,等.铜对狗牙根生长及活性氧清除系统的影响[J].草业学报,2007,16(1):52-57.

[32] SusanaG,Mar